均匀微液滴在药物递送、生物分析、材料合成等领域应用广泛，其精准制备对实验结果与技术转化至关重要。传统微流控液滴生成方法多依赖复杂设备控制两相流体剪切力，需精确调节流速、粘度等参数，操作繁琐且设备成本高，限制了其普及性。

同时，现有方法常需表面活性剂稳定液滴，可能干扰生物分子活性或细胞功能，在生物医学领域应用受限。因此，开发无需复杂设备、无需表面活性剂且能稳定生成均匀微液滴的简便方法，成为该领域亟待解决的关键问题。

近期，有研究人员开发了一种利用聚二甲基硅氧烷（PDMS）微流控通道的脱水驱动相分离特性，一步生成均匀细胞大小微液滴的简便方法，该方法通过PDMS的吸水作用使聚乙二醇（PEG）和葡聚糖（DEX）的均相混合物发生相分离，可成功包裹多种生物材料。相关研究以“A Facile Platform for One‐Step Generation of Uniform Microdroplets through Dehydration‐Driven Phase Separation in Microfluidics”为题目，发表在期刊《Small Methods》上。

本文要点：

1、本文介绍了一种利用聚二甲基硅氧烷（PDMS）微流控芯片的脱水驱动相分离特性，一步生成均匀微液滴的新方法。

2、该方法将低于相分离临界浓度的聚乙二醇（PEG）和葡聚糖（DEX）均相混合物注入PDMS微通道，借助PDMS固有的吸水特性，使混合液逐渐脱水，聚合物浓度升高，从而引发微相分离，在富PEG的连续相中生成线性排列的富DEX液滴。

3、延时观察表明，这种由脱水驱动的过程是渐进且可控的，能够产生尺寸均匀的液滴。

4、此外，该方法能成功包裹大肠杆菌、DNA、抗体和纳米颗粒等多种物质，在药物递送、人工细胞工程等领域具有广泛应用前景。

5、实验还探究了不同浓度混合溶液的相行为、通道尺寸对液滴大小的影响，通过数值建模分析了液滴形成机制，并讨论了该方法的优势（如无需复杂设备和精确流量控制、生物相容性好等）、稳定性及潜在应用拓展方向。

液滴在微流控芯片中的生成机制主要基于PDMS微通道的脱水驱动相分离作用，具体过程如下：

1、初始溶液注入：将低于相分离临界浓度的聚乙二醇（PEG）和葡聚糖（DEX）均相混合物注入PDMS微通道。此时，PEG和DEX均匀分散在溶液中，整个体系处于热力学稳定的均一状态，尚未发生相分离。

2、PDMS脱水作用：PDMS因固有吸水特性逐渐吸收混合溶液中的水分，导致聚合物（PEG和DEX）浓度不断升高。这类似于在一个封闭环境中，水分通过PDMS材料的孔隙逐渐散失，使得聚合物在剩余溶液中的占比不断增加。

3、相分离触发：随着脱水的持续进行，聚合物浓度逐渐超过相分离的临界浓度。当浓度越过相图中的双结点线时，体系的热力学稳定性被打破，微相分离过程开始发生。原本均匀分散的分子开始自发聚集，形成不同的相区。

4、均匀液滴形成：相分离一旦发生，体系会自发地进行能量最低化调整。在微通道的限制作用下，富含DEX的区域逐渐聚集形成液滴，这些液滴呈线性排列，分散在富含PEG的连续相中。由于通道尺寸的均匀性以及脱水过程的渐进性和可控性，液滴能够均匀成核和生长。

该方法无需外部驱动力和复杂的流量控制，依靠PDMS的吸水特性和体系自身的相分离趋势实现液滴的自组织生成。为深入解析这一原理，研究团队通过数值模拟与荧光显微镜实时观测等技术，对液滴生成过程的关键特征（如脱水速率、相分离时机、液滴尺寸均匀性及线性排列规律）进行了验证，结果与理论机制高度吻合。

图 1. 在通道材料 PDMS 固有吸水作用下，微流控通道内线性排列的水包水微液滴的自组织形成。a) 实验装置示意图。将 4%:4%（w/v）的聚乙二醇/葡聚糖（PEG/DEX）均相水溶液注入线性微流控通道（插图：通道几何结构，宽度和高度均为 20μm，长度为 30mm）。b) 沿微流控通道形成的富葡聚糖液滴的共聚焦显微镜图像。顶部图像为液滴形成后 20μm 微流控通道的 3D 重建图，虚线标记微通道边界；底部图像为沿 x-z 和 y-z 平面（黄色虚线）的通道横截面，显示液滴呈均匀球形（直径≈20μm）。通过在 PEG/DEX 溶液中添加异硫氰酸荧光素标记的葡聚糖（FITC-DEX）实现可视化。比例尺为 20μm。c) PEG/DEX 两水相系统的相图。橙色曲线为基于先前文献（Tsumoto 等人，2015）的双结点边界，绿色数据点源自该文献，蓝色圆点表示本微流控实验中使用的初始组分（4% PEG、4% DEX），蓝色虚线示意脱水导致聚合物浓度升高并最终引发相分离的过程。

图 2. 浓度依赖性和自发液滴形成的显微镜观察。a) 机械搅拌后静置条件下 PEG/DEX 水溶液的相行为。5%:5%（w/v）的 PEG/DEX 溶液发生相分离（i），而 4%:4%（w/v）的溶液未观察到明显分离（ii）。每个比色皿宽度为 1cm。b) 自发形成液滴的显微镜图像。明场图像显示注入 4%:4%（w/v）PEG/DEX 混合物（i）和 5%:5%（w/v）PEG/DEX 混合物（ii）（均用纯水配制）的结果。4%:4% 混合物中可观察到尺寸均一的富葡聚糖液滴（直径≈20μm）。图像拍摄于注入机械混合溶液后 15 分钟。c) 4%:4%（w/v）PEG/DEX 混合物在微流控通道中缓慢流动（≈5μm・min^-1）时的延时荧光显微镜图像，时间点为注入后 Δt=2.5、4、6、8、10 和 14 分钟。液滴随时间推移逐渐形成，最终呈现单排尺寸均一的液滴（直径≈20μm）。通过在 PEG/DEX 溶液中添加 FITC-DEX 实现可视化。比例尺为 20μm。所示图像对应微通道的中间部分。

图 3. 通道尺寸对液滴直径的调控。a) 5、10、15 和 20μm 宽的 PDMS 微通道中生成液滴的直径直方图及相应的高斯拟合。每种条件下采用特定的 PEG/DEX 浓度（分别为 1%、2%、3% 和 4%）以优化相分离时间。b) 通道尺寸与液滴平均直径的关系。误差棒表示标准差（每个条件 n=140 个液滴）。右侧为各通道中液滴的代表性荧光图像。比例尺为 20μm。

图 4. 富葡聚糖液滴对多种物质的包裹。微流控通道中由 4%:4%（w/v）PEG/DEX 混合物（用 1×PBS 配制）形成的富葡聚糖液滴的荧光显微镜图像，液滴内包裹的物质包括：经 YOYO-1 染色的 T4 噬菌体 DNA（166kbp，≈56μm）、Alexa Fluor 488 标记的抗小鼠 IgG 抗体、200nm 羧基修饰荧光聚苯乙烯微球（纳米颗粒，NPs），以及表达绿色荧光蛋白（GFP）的大肠杆菌（明场与荧光图像叠加）。左列和右列图像分别为 PEG/DEX 混合物注入后即刻的初始状态，以及注入后 9 分钟液滴分离的状态。比例尺为 20μm。

图 5. 微通道内 PEG/DEX 混合物相分离时间演化的数值模拟结果（Δt=2、5、15 和 30 分钟）。数值计算基于模型方程（方程 1-3）进行。实验中微相分离似乎在溶液注入通道的过程中发生，因此数值计算的时间参数设为 Δt = t - 800s，其中 t=0 对应模拟起始时间。颜色图表示 PEG 与 DEX 的比例（η=[0.5,1]），η=1.0 对应 100% DEX（不含 PEG）。比例尺为 20μm。

论文链接：https://doi.org/10.1002/smtd.202500387

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