一款芯片搞定微球制备 + 细胞培养，单细胞研究更高效-北京永康乐业科技发展有限公司

研究背景与核心问题

1、单细胞分析是揭示细胞异质性的关键，群体细胞培养会掩盖细胞在形态、功能、增殖等方面的个体差异，而传统单细胞分析设备存在价格昂贵、操作复杂的问题。

2、微流控技术具备低样品消耗、精准细胞操控的优势，液滴微流控制备载细胞微球是单细胞分析的有效手段，但现有研究中微球制备与细胞培养过程分离，存在三大缺陷：细胞转移易破坏无菌环境、传统培养消耗大量试剂、微球堆叠阻碍单细胞观察。

3、研究核心目标：开发一款集成化微流控芯片，实现载细胞微球生成、凝胶固化、微球捕获、单细胞培养与分析的连续化操作，解决上述技术痛点。

鉴于此，重庆大学生物工程学院杨军研究员团队开发了一款集成化微流控芯片，解决了传统载细胞微球制备与培养分离的技术缺陷，实现了从微球制备到单细胞原位培养分析的一体化操作。相关研究以“Integrated Microfluidic Chip Enabling Preparation and Immobilization of Cell-Laden Microspheres, and Microsphere-Based Cell Culture and Analysis”为题，发表在期刊《Biosensors》上。

本文要点：

1、该研究开发了一款集成式微流控芯片，解决了传统载细胞水凝胶微球制备与细胞培养相分离带来的无菌性差、试剂消耗大、微球堆叠阻碍单细胞观察等问题，实现了载细胞液滴生成、凝胶固化、微球捕获及原位单细胞培养与分析的一体化操作。

2、芯片以高透气性和可加工性的PDMS为基材，选用生物相容性氟化油为油相，采用温和的海藻酸钠-钙离子凝胶体系（酸性条件下释放钙离子触发固化），并通过交叉流聚焦结构制备微球、阵列化捕获微结构实现微球固定。

3、研究通过优化芯片结构（如将直形固化通道改为蛇形、单侧清洗通道改为对称式）、微通道宽度（75 μm为最优）、流体流速（分散相30 μL/h、连续相600 μL/h）、醋酸浓度（0.2%(v/v)）和细胞密度（4.8×10⁶ cells/mL）等参数，制备出平均直径95 μm、尺寸均一性变异系数3.85%的单分散水凝胶微球，对人髓系白血病K562细胞的单细胞包封效率达33.8%±1.8%。

4、芯片集成286个独立细胞培养室，经原位培养后，K562细胞24小时存活率超95%；密封的芯片结构降低了细胞转移的污染风险，实现了细胞分析流程自动化，同时大幅减少试剂和样品消耗。

5、该芯片具备良好的生物相容性，为单细胞培养与分析提供了新型平台，在细胞异质性研究、细胞治疗、组织工程等领域具有广阔应用前景；研究团队后续将进一步提升单细胞包封效率，并整合实时生物传感模块实现细胞动态分析。

通过对固化通道结构、通道宽度、流速、HAc 浓度、细胞密度的优化，解决了微球成型不完整、粒径不均、包封效率低的问题，关键优化结果如下：

该集成微流控芯片解决传统载细胞微球培养技术缺陷的核心设计亮点有哪些？

功能一体化，将载细胞微球制备、凝胶固化、微球捕获、单细胞培养与分析整合在单个密封PDMS芯片中，消除细胞转移的污染风险，减少试剂消耗；

结构优化，采用蛇形固化通道实现微球完全凝胶化，对称洗涤相通道避免微球壁黏附，双对称捕获模块（286个腔室）降低堵塞风险，流体动力捕获结构实现微球有序单捕获；

材料/体系适配，选用PDMS作为芯片基材（透气性、生物相容性优异），氟化油为连续相（生物相容性优于矿物油），海藻酸钠-钙离子温和凝胶体系（低细胞损伤），且PDMS-PDMS键合无需额外表面改性，降低制备复杂度。

图1. 集成微流控芯片设计示意图

图2. 不同固化微通道结构对微球制备效果的影响。（A）长直型固化通道、（C）蛇形固化通道，二者对应的水凝胶微球制备结果分别如（B）、（D）所示。

图3. 通道宽度与流速对水凝胶液滴形成的影响。（A）分散相流速固定为30μL/h时，不同通道宽度下连续相流速对应的流型图；通道宽度为75μm时，低（B）、高（C）连续相流速对液滴形貌的影响。

图4. 相同实验参数下，不同通道宽度制备的凝胶微球的单细胞包封效率。

图5. 乙酸浓度对液滴及微球形成的影响。（A）流型变化：（A1）液滴形貌、（A2）珠串状结构、（A3）丝状结构。（B）分散相流速固定为30μL/h时，不同宽度芯片在不同连续相流速下制备的凝胶微球粒径：（B1）乙酸浓度0.2%（体积比）、（B2）乙酸浓度0.1%（体积比）。（C）乙酸浓度对载细胞凝胶微球的影响：（C1）乙酸浓度0.2%（体积比）、（C2）乙酸浓度0.1%（体积比）。